علوم زيستي ورزشي _ زمستان 1395 دورة8، شمارة 4، ص : 480 – 465 تاريخ دريافت : 26 / 12 / 92 تاريخ پذيرش : 18 / 08 / 93

تأثير فعاليت ورزشي استقامتي بر بيان ژن SYD در نورون هاي حركتي رت هاي مبتلا
به نوروپاتي ديابت

مريم فولادوند 1– رضا قراخانلو 2 – احمد همت فر3 – مسعود رحمتي4
1. باشگاه پژوهشگران جوان، دانشگاه آزاد اسلامي واحد بروجرد، بروجرد، ايران 2. دانشيار، گروه فيزيولوژي ورزش دانشگاه تربيت مدرس، تهران، ايران 3. استاديار، گروه فيزيولوژي ورزش دانشگاه آزاد اسلامي واحد بروجرد، بروجرد، ايران 4. استاديار، گروه تربيت بدني دانشگاه لرستان، خرم آباد، ايران

چكيده
هدف از پژوهش حاضر بررسي تأثير فعاليت ورزشي استقامتي بر بيان ژن SYD در نورونهاي حركتي رتهاي مبتلا به نوروپاتي ديابت بود. بدين منظور، دوازده سر رت صحرايي بالغ نر نژاد ويستار به طور تصادفي در سه گروه چهارتايي ديابتي تمرين كرده (DT)، ديابتي تمرين نكرده (DC) و كنترل سالم (HC) قرار گرفتند. دو هفته پس از تزريق STZ براي القاي ديابت، با اثبات نروپاتي ديابت توسط آزمون هاي رفتاري، پروتكل تمرين استقامتي اجرا شد. سپس نورون هاي حركتي L4-L6 بافت نخاع استخراج، و بيان ژنSYD به روش Real time-PCR بررسي شد. نتايج نشان داد ميانگين بيان ژن SYD در گروه DCنسبت به گروه HC بهطور معنا داري بالاتر بود. بيان ژن SYD در گروه DT نسبت به گروه DCنيز بهطور معنا داري كمتر بود. به طور كلي مي توان نتيجه گرفت در نورونهاي حركتي رت هاي ديابتي، تنظيم افزايشيmRNA SYD در پيامرساني آسيب نوروني درگير است و ورزش بهعنوان يك راهبرد غيردارويي، ميتواند آن را تعديل و به سطوح نرمال نزديك كند.

واژه هاي كليدي
بيان ژن، تمرين استقامتي، ديابت، نوروپاتي SYD.

Email :ghara_re@modares.ac.ir +98 -021-82884646 : نويسندة مسئول : تلفن 

مقدمه
نروپاتي ايجادشده از طريق بيماري ديابت، توزيع آناتوميكي، دورههاي درماني، و احتمالاً سازوكارهاي سبب شناسي مختلفي را دربرمي گيرد. هر يك از اين موارد به وسيلة آسيب متمركز يا پراكنده به تارهاي عصبي خودمختار يا سوماتيك محيطي ويژگي مي يابند كه ناشي از ديابت است. براساس نتايج مطالعات اختلالات پروتئين كينازهاي عصبي، از اصلي ترين مسيرهاي بيوشيميايي درگير در توسعة نروپاتي ناشي از بيماري ديابت است (18). از سوي ديگر، پروتئين كينازهايJNK) c-Jun N-terminal )، يكي از سه خانوادة پروتئين كيناز فعال شده توسط ميتوژن (MAPK) هستند كه ايزوفرم هاي مختلف آن از طريق پيرايش متنوع سه ژن JNK2، JNK1و JNK3 شكل مي گيرند (15). JNK1 و JNK2 به طور گسترده در همة بافت ها بيان مي شوند؛ درحالي كه JNK3 به صورت انتخابي در مغز، قلب و بيضه ها بيان ميشود (41).
پروتئين هاي ساختمانيJNK شامل پروتئين هاي تعامل كننده با IKAP ،(52) (JIP) JNK ، بتاآرستين -2، POSH (17) و فيلامين هستند. در اين ميان، خانوادة JIPدر تعديل سيگنال هاي استرس، مخروط هاي رشد نورون ها، جوانه زدن، نوزايش و انتقال آكسوني شركت مي كنند (31،14).
پروتئينSYD 5 از خانوادة پروتئين هاي JIP است كه با JNK تعامل دارد. همچنين به عنوان JIP3 (30) و JSAP1 (27) شناخته شده است. اين پروتئين كيناز در يكپارچگي پيام رساني JNK و انتقال وابسته به كاينزين نقش دارد، به طوري كه از طريق تعامل با كاينزين و افزايش جنبش پذيري آن، به تعديل انتقال آكسوني انواع گونه هاي وزيكولي منجر مي شود (6).
براساس نتايج مطالعات SYD در استقرار وزيكولهاي سيناپسي (44) و عبور و مرور اندامكهاي غشايي درگير است. همچنين اندوزومهاي مرتبط با SYD در حمل پ يامهاي آسيب از مكان آسيب به سمت جسم سلولي نقش دارند (1). مطالعات انجامگرفته روي ديگر بيماري هاي تخريب عصبي مانند آلزايمر (3،28)، هانتيگتون (28) و پاركينسون (28)، نقصان هاي عصبي را به اختلال در پيام رساني SYD نسبت داده اند. همچنين هدف گيري نورون ها در بيماري ديابت، خصوصيات منحصربه فردي دارد، بهگونه اي كه مطالعة پيشين ما، مبني بر درگير بودن SYD در پيام رساني آسيب نورون هاي حسي رت هاي داراي نروپاتي ديابت از طريق تنظيم افزايشيmRNA SYD ، بود (20). اين در حالي است كهدر مورد درگير بودن نورون هاي حركتي در اختلال انتقال آكسوني مطالعه اي انجام نگرفته است.
به طور كلي، نورون هاي حركتي در بيماري ديابت هدف اصلي نيستند، اما اين موضوع در مطالعات آزمايشگاهي به اثبات نرسيده است. كاهش سرعت هدايت عصبي – حركتي، يكي از مواردي است كه اين موضوع را تأييد مي كند؛ اگرچه سرعت هدايت كاهش يافته، ضرورتاً منعكس كنندة تغييرات ساختاري آكسون به شمار نمي رود (54). به هر حال، شاخص هاي كلينيكي در ارتباط با درگيري آكسون هاي حركتي در نروپاتي ديابت همچون اتصالات عصبي -عضلاني غيرپايدار وجود دارد. همچنين دوره هاي طولاني مدت DPN با كاهش پتانسيل عمل عضلاني تركيبي حركتي تحتاني در تلاش هاي انساني همراه بوده است (2). از سوي ديگر، اثر ورزش بر بهبود نقصان عملكرد عصبي در شرايط طبيعي و پاتولوژيك به اثبات رسيده است؛ به گونه اي كه فعاليت افزايش يافته به شكل تمرين ورزشي منظم مي تواند شكل پذيري مغز (13)، سيستم ضد اكسايشي (38) و تنظيم افزايشي نروتروفين ها را ارتقا بخشد (39) و از آپوپتوزيز سلول هاي عصبي جلوگيري كند (11). ورزش همچنين مي تواند بيوسنتز RNA (2)، افزايش انتقال آكسوني (23)، و افزايش ميزان جوانهزني عصبي بهدنبال برش عصبي را به همراه داشته باشد (13).
با توجه به درگير بودن نورونهاي حركتي در نروپاتي ديابت و اختلال پيامرساني SYD/JIP3در بسياري از اختلالات ناشي از برخي بيماري هاي تخريب عصبي (3،28)، احتمال مي رود كه در نقصان هاي حركتي ناشي از بيماري نروپاتي ديابت نيز نقش داشته باشد و از سوي ديگر، ممكن است ورزش به عنوان يك راهبرد غيردارويي نيز آثار سودمندي بر اين پروتئين كيناز داشته باشد. براساس اطلاعات موجود، تاكنون اختلالات احتمالي SYD در نروپاتي ديابت و اثر ورزش استقامتي بر آن بررسي نشده است. ازاين رو در پژوهش حاضر بيان ژن SYD در نورون هاي حركتي ريشه هاي نخاعي عصب سياتيك رت هاي نر ويستار داراي نروپاتي ديابت در پي تمرين استقامتي بررسي ميشود.

روش تحقيق
در پژوهش حاضر دوازده سر رت صحرايي بالغ نر ده هفته اي از نژاد ويستار با محدودة وزني 2/11±3/271 گرم از بخش پرورش حيوانات مركز تحقيقات رازي تهيه و به آزمايشگاه حيوانات دانشگاه تربيت مدرس منتقل شدند. كلية رت ها در شرايط كنترل شدة محيطي با ميانگين دماي 3±22 درجة سانتيگراد، چرخة روشنايي– تاريكي 12:12 ساعت، رطوبت نسبي 40 درصد و با دسترسي آزاد به آب و غذاي ويژة موش نگهداري شدند. در پژوهش حاضر، كلية اصول اخلاقي كار با حيوانات توسط كميتةاخلاق دانشگاه تربيت مدرس بررسي و تأييد شد. پس از دو هفته آشناسازي و سازگاري حيوانات با محيط جديد و رسيدن به وزن مطلوب 4/8±3/326 گرم براي القاي نروپاتي ديابت (9)، رت ها به طور تصادفي در سه گروه چهارتايي قرار گرفتند: گروه اول (گروه ديابت تمرين كرده)، گروه دوم (گروه ديابت تمرين نكرده) و گروه سوم (گروه كنترل سالم). دو هفته پس از القاي ديابت، آزمايش هاي رفتاري درد نروپاتيك به عنوان شاخص عملكرد نورونهاي حركتي (7) اجرا شد و پس از اطمينان يافتن از حصول نروپاتي نورونهاي حركتي در رتها (32)، پروتكل تمرين استقامتي به مدت شش هفته انجام گرفت (11). ابتدا در مرحلة آشناسازي، بهمنظور خوگيري به شرايط آزمايشگاه، نوار گردان و دستكاري، حيوانات پنج روز در هفته به مدت 15-10 دقيقه و با سرعت 10 متر در دقيقه روي نوار گردان راه رفتند. به منظور سازگاري جهت آزمايش هاي رفتاري نيز حيوانات به مدت سه روز در معرض آزماي شهاي رفتاري (دو بار براي هر آزمايش) قرار گرفتند. بدين صورت كه حيوانات پس از انتقال به آزمايشگاه رفتار درد، بدون اجراي واقعي آزمايش، به مدت 30 -20 دقيقه در محيط اصلي آزمايش قرار گرفتند (45). سرانجام، به منظور ثبت اولية ميزان رفتارهاي درد، پس از اجراي اولية آزمون ها، ديابت القا شد. دو هفته پس از القاي ديابت، با اجراي مجدد آزمون هاي رفتاري درد و پس از اطمينان يافتن از وقوع درد نروپاتيك در گروههاي ديابتي، پروتكل تمرين استقامتي به مدت شش هفته انجام گرفت (11). تمام جلسات تمريني در پايان سيكل خواب حيوانات و بين ساعتهاي 16 تا 18 عصر برگزار شد. همچنين، به منظور اجتناب از عوامل مداخلهگر مانند آنتينوسيسپشن القاشده از طريق استرس، آزماي شهاي رفتاري نيز ميان ساعت هاي 7 تا 10 صبح بهعمل آمد (45).

القاي ديابت
به منظور القاي ديابت نوع اول، پس از دوازده ساعت محروميت از غذا، محلول Sigma, St. ) STZLouis, MO؛ 45 mg/Kg حل شده در بافر سيترات تازه 5/0 pH:4/5 ، mol/L) بهصورت درون صفاقي تزريق شد. به رتهاي غيرديابتي نيز معادل حجمي بافر سيترات تزريق شد. 48 ساعت پس از تزريق، با ايجاد يك جراحت كوچك بهوسيلة لانست روي وريد دم رتها، يك قطره خون روي نوار گلوكومتري قرار داده شد و نوار توسط دستگاه گلوكومتر (Glucotrend 2، شركت روشة آلمان) خوانده شد و رتهايي كه قند خون آنها بالاتر از 300 mg/dL بود، بهعنوان ديابتي در نظر گرفته شدند (9). شايان ذكر است با توجه به احتمال مرگومير و عدم ديابتي شدن ناشي از تزريق STZ ، تعداد دوازده رت جهت اين كاردر نظر گرفته شد كه دو سر از آنها پس از تزريق از بين رفتند و در نهايت از ميان رت هاي باق يمانده، هشت سر بهعنوان گروههاي تجربي در نظر گرفته شدند. با توجه به اينكه ميزان تزريق STZ و وزن حيوانات قبل از تزريق STZ، دو عامل مهمياند كه پيدايش ديابت نروپاتيك را به همراه دارند (3،1)؛ ازاين رو براي كاهش حساسيت بيماري و تأثيرات جانبي به سطح قابل قبول، از كمترين ميزان تزريق STZ و مطابق با وزن حيوانات (9)، استفاده شد. شايان ذكر است كه در پژوهش حاضر، پس از تزريق
STZ، علائم ناشي از تزريق اشتباه، مانند تورم شكم و مشكلات گوارشي در حيوانات مشاهده نشد.

نحوة اندازهگيري آلودينياي مكانيكي
بهمنظور اندازه گيري آلودينياي مكانيكي، حيوان روي يك شبكة سيمي و در داخل يك محفظة پلكسي گلاس به ابعاد 20×20 و ارتفاع 30 سانتي متر قرار م يگرفت. بهمنظور عادت كردن حيوانات به محيط جديد،30 دقيقه قبل از آزمايش، درون محفظة شفاف و روي صفحة مشبك قرار گرفتند. براي سنجش آلودينياي مكانيكي، از تارهاي مختلف Von Fery در محدودة 2 تا 60 گرم (60، 26، 15، 8، 6، 4، 2) ساخت شركت Stolting ،USA جهت سنجش حساسيت پوست به تحريكات تماسي استفاده شد.
هر آزمايش با تار داراي كمترين وزن شروع مي شد و در صورت عدم ايجاد پاسخ، به ترتيب از تارهاي با وزن بالاتر استفاده شد. چنانچه دو بار متوالي، پاسخ (بلند كردن پا توسط حيوان) مشاهده ميشد، همان وزنه بهعنوان آستانة پس كشيدن پنجهPWT) Paw Withdrawal Threshold ) محسوب مي شد و ديگر آزمايش ادامه پيدا نم يكرد. چنانچه حيوان به ه يچيك از تارها، از جمله تار شمارة 60 نيز پاسخ نمي داد، عدد 60 بهعنوان آستانة پاسخ در نظر گرفته مي شد. همچنين، هر آزمايش سه بار و به تناوب حداقل سه دقيقه تكرار شد و ميانگين آنها به عنوان آستانة پس كشيدن پنجه منظور شد (8). بهطور كلي، سنجش آلودينا مكانيكي، قبل از تزريق STZ و چهارده روز پس از تزريق بهعمل آمد. شايان ذكر است در مطالعات حيواني از اين روش، به عنوان روشي كارامد براي سنجش رفتارهاي درد نروپاتيك (7،9) و اثبات نروپاتي نورونهاي حركتي (9،12،33،42،46) استفاده شده است.
نحوة اندازه گيري هايپرآلژزياي حرارتي
هايپرآلژزياي حرارتي با استفاده از روش هارگريوز1 با كمي تغيير مورد سنجش قرار گرفت (24).
به طور خلاصه، با استفاده از دستگاه Ugo Bassil, Italy) Radiant heat plantar test) حيوانات در سه اتاقك از جنس پلكسي گلاس (طول 22 cm × عرض 22 cm × ارتفاع 3/13 cm) و روي صفحة پلكسي گلاس تميز قرار گرفتند. پس از 30 دقيقه سازگاري حيوان با محيط جديد، با جابه جايي منبع متحرك تابش نور حرارتي، بخش مياني كف پاي حيوان از بين سطح پلكسي گلاس در معرض تشعشع ثابت حرارتي قرار گرفت. پس از تابش نور حرارتي بهوسيلة دستگاه به كف پاي حيوان، تايمر فعال شده و با كشيدن پا، تابش نور قطع و تايمر متوقف شد و با ثبت زمان تأخير در پس كشيدن پنجه Paw Withdrawal Latency (PWL) ميزان تحمل حيوان نسبت به محرك آسيب رسان حرارتي مورد سنجش قرار گرفت. هر پا بهطور متناوب و با فواصل پنج تا ده دقيقه، سه بار آزمايش شد و ميانگين آنها به عنوان آستانة درد حرارتي ثبت شد. همچنين، به منظور جلوگيري از آسيب بافت، Cut Off آزمايش 22 ثانيه در نظر گرفته شد. به طور كلي، سنجش هايپرآلژزيا حرارتي قبل از تزريق STZ و چهارده روز پس از تزريق به عمل آمد. شايان ذكر است در مطالعات حيواني از اين روش، به عنوان روشي كارامد براي سنجش رفتارهاي درد نروپاتيك (7،9) و اثبات نروپاتي نورونهاي حركتي (9،12،33،42،46) استفاده شده است.

پروتكل تمرين
در پژوهش حاضر از سرعت تمريني 18-10 متر در دقيقه معادل 70-60 درصد Vo2max و در عين حال كارامد از لحاظ فيزيولوژيك (11)، استفاده شد؛ بدين صورت كه گروه ورزشي در معرض تمرين نوار گردان با شدت متوسط پنج روز در هفته و به مدت شش هفته قرار گرفت. سرعت و مدت تمرين نوار گردان بهتدريج افزايش يافت و از 10 متر در دقيقه براي 10 دقيقه در هفتة اول، 10 متر در دقيقه به مدت 20 دقيقه در هفتة دوم، 15-14 متر در دقيقه به مدت 20 دقيقه در هفتة سوم، 15-14 متر در دقيقه به مدت 30 دقيقه در هفتة چهارم، به 18-17 متر در دقيقه به مدت 30 دقيقه در هفتة پنجم افزايش يافت. به منظور رسيدن سازگاريهاي به دست آمده به حالت يكنواخت، تمامي متغيرهاي تمريني در هفتة پاياني (هفتة ششم) ثابت نگه داشته شدند (11).

.1 Hargreaves
استخراج نمونه
24 ساعت پس از آخرين جلسة تمريني، رت ها از طريق تزريق درون صفاقي كتامين (mg/kg 90) و زايلازين (mg/kg 10) بي هوش شدند و سگمنتهاي نخاعي تشكيل دهندة عصب سياتيك (L6-L4) (37) كه در رت، ميان دنده هاي mm) T10-T12 25-20) قرار گرفتهاند (34)، با برش در پايين ترين بخش ممكن بلافاصله استخراج شد. سپس، بافت نخاع با استفاده از كانال مركزي بهعنوان شاخص، به بخش قدامي و خلفي تفكيك شد و بخش قدامي آن كه حاوي نورونهاي حركتي بود (5)، در نيتروژن 80- منجمد و براي تجزيه وتحليل بعدي نگهداري شدند.

استخراج RNA و سنتز cDNA
حدود 50 ميلي گرم بافت حسي به صورت جداگانه، براي استخراج total RNA به نسبت يك به ده در QIAzol Lysis Reagent هموژن شد. به منظور برداشتن اجزاي پروتئيني، محصول حاصل در 0C 4، g ،10min12000 سانتريفيوژ شد. سپس به نسبت يك به نيم با كلروفرم مخلوط و به مدت 15 ثانيه به شدت تكان داده شد. محصول در g ،15min ،4 0C12000 سانتريفيوژ و بخش معدني و آبي از هم جدا شدند، بخش حاوي RNA برداشته شده و با نسبت يك به نيم با ايزوپروپانول مخلوط شد و به مدت ده دقيقه در دماي اتاق رها و سپس در g ،10min ،4 0C12000 سانتريفيوژ شد. Pellet حاوي RNA در اتانول شست وشو و در µL20 آب RNAS-Free حل شد. غلظت RNA مورد سنجش واقع شد (Eppendorff, Germany) و نسبت 260 به 280 بين 8/1 تا 2 به عنوان تخليص مطلوب تعريف شد.
Mmulv Reverse و آنزيم Random hexamer primer و RNA از 1µg با استفاده از cDNA سنتز
.انجام گرفت transcriptase

Real time – PCR
اندازه گيري سطوح بيان SYD mRNA از روش كمي Real time-PCR با استفاده از Primix syber green II انجام گرفت (Applied Biosystems, USA). مخلوط واكنش در حجم نهايي µL20 و هر واكنش بهصورت duplicate صورت پذيرفت. طراحي پرايمرها براساس اطلاعات ژن هاي SYD و GAPDH در بانك ژني NBCI و توسط شركت ماكروژن (Macrogen Inc., Seoul, Korea) انجام گرفت. توالي پرايمرهاي مورد استفاده در جدول 1 گزارش شده است، ضمن اينكه از GAPDH به عنوان ژن كنترل استفاده شد. برنامة دمايي مورد استفاده در Real time-PCR شامل 95 به مدت 10 دقيقه- 95 به مدت 15 ثانيه، 60 به مدت يك دقيقه (تكرار 40 سيكل) بود. ميزان بيان ژنهاي مورد نظر نيز با روش CT∆∆-2 اندازه گيري شد.

جدول 1. توالي پرايمرهاي مورد استفاده
Genes Primer sequence GenBank code
SYD For: 5′-CCAGCTACCAGTGTCCAAACGAT -3′
Rev: 5′- CTTTGTGACACTGCCATAGTCCC-3′ NM_001100673
GAPDH For: 5′-GACATGCCGCCTGGAGAAAC -3′
Rev: 5′- AGCCCAGGATGCCCTTTAGT-3′ NM_017008

تجزيه وتحليل آماري
براي مقايسة گروه ها در متغيرهاي مورد مطالعه از تحليل واريانس دوطرفه استفاده شد. به منظور آزمون هاي تكميلي، آزمون پيگير LSD به عمل آمد. سطح معنادار نيز 5% =  در نظر گرفته شد. كلية بررسي هاي آماري با استفاده از نرم افزار SPSS/Win نسخة 16 انجام گرفت.

نتايج و يافته هاي تحقيق
تمام رت ها در گروه تمريني شش هفته تمرين استقامتي را به طور مداوم انجام دادند. نتايج آناليز واريانس دوطرفه (تمرين× ديابت) حاكي از اثر معنادار تمرين بر بيان ژن F=9/01 ،P=0/002) SYD) و اثر تعاملي (008/0=F=9/9 ،P) بين دو متغير مذكور بود.
ميانگين تغييرات زمان تأخير در پس كشيدن پنجه (PWL) در آزمون هايپرآلژزياي حرارتي دو هفته پس از القاي ديابت در گروه هاي ديابتي نسبت به گروه هاي سالم به طور معنا دار كمتر بود (0001/0=P). همچنين، در همان زمان، ميانگين تغييرات آستانه پس كشيدن پنجه (PWT) در آزمون آلودينيا مكانيكي در گروه هاي ديابتي نسبت به گروه هاي سالم به طور معنا دار كمتر بود (0001/0=P) (جدول 1).
در شروع برنامة تمريني غلظت گلوكز خون در گروههاي ديابتي نسبت به گروه سالم به طور معنا دار بالاتر بود (0001/0=P) و پس از شش هفته تمرين استقامتي نيز همچنان از اختلاف معنا دار برخوردار بود (0001/0=P). همچنين، در پايان برنامة تمريني، غلظت گلوكز خون گروه ديابت تمرين كرده نسبت به گروه ديابت تمرين نكرده بهطور معنا دار پايينتر بود (0001/0=P) (نمودار1).
وزن اولية گروه ها نيز اختلاف معنا داري با يكديگر نداشتند (7/0=P). اما در پايان پژوهش، ميانگين تغييرات وزن گروه تمرين و كنترل ديابتي نسبت به كنترل سالم بهطور معنادار كمتر بود (به ترتيب 0001/0=P و 001/0=P). همچنين، ميانگين وزن گروه ديابت تمرينكرده نسبت به گروه ديابت تمرين نكرده به طور معنا دار كمتر بود (04/0=P) (نمودار 2).
پس از شش هفته تمرين استقامتي، ميانگين بيان ژن SYD در گروه ديابت تمريننكرده نسبت به گروه كنترل سالم بهطور معنا دار بالاتر بود (001/0=P). بيان ژن SYD در گروه ديابتي تمرين كرده نسبت به گروه ديابت تمرين نكرده نيز به طور معنا دار كمتر بود (001/0=P). بين ميزان بيان ژن SYD در گروه ديابت تمرين كرده نسبت به گروه كنترل سالم نيز اختلاف معنا دار مشاهده نشد (9/0=P) (نمودار 3).

413655249198

جدول 2. مقادير آلودينيا مكانيكي و هايپرآلژزيا حرارتي در گروههاي سهگانه (Mean±SD) متغير گروه كنترل سالم ديابت تمرين نكرده ديابت تمرين كرده آلودينا مكانيكي 0 ± 60 87/5 ± 28/21* 17/8 ± 71/19* هايپرآلژزيا حرارتي 62/0 ± 68/12 12/1 ± 88/8* 28/1 ± 98/8*

اختلاف معنا دار با گروه كنترل سالم (01/0 P<)

نمودار 1. تغييرات گلوكز پلاسما در گروههاي مختلف
اختلاف معنا دار با گروه كنترل سالم (01/0P<)
† اختلاف معنا دار با گروه ديابت تمرين نكرده (01/0P<)

نمودار 2. تغييرات وزن بدن در گروه ها ي مختلف
اختلاف معنا دار با گروه كنترل سالم (01/0P<)
† اختلاف معنا دار با گروه ديابت تمرين نكرده (01/0P<)

نمودار 3. ميزان بيان ژنSYD در گروههاي مختلف نسبت به گروه كنترل
* اختلاف معنا دار با گروه سالم تمرين نكرده (05/0 P<)
† اختلاف معنا دار با گروه ديابت تمرين نكرده (05/0 P<)
بحث و نتيجه گيري
نتايج پژوهش حاضر نشان داد كه بيماري ديابت به افزايش mRNASYD در نورون هاي حركتي رت هاي ديابتي منجر مي شود. همسو با اين نتيجه، مطالعاتي مبني بر درگير بودن SYD/ JIP3 در ديگر بيماري هاي تخريب عصبي به انجام رسيده است. براي مثال، پرين و همكاران نشان دادند كه فعال سازي JNK در بيماري هانتينگتون (HD) درگير بوده و مسدود كردن اين مسير بهبود بسياري از اختلالات عصبي را در اين بيماري بههمراه داشته است (36). پن و همكاران نيز نشان دادند كه فعال سازي JNK در بيماري پاركينسون نيز درگير بوده و مهار انتخابي فعال سازي مسير ميتوكندريايي خانوادة JNK در درمان اين بيماري مؤثر است (36). همچنين، نشان داده شده SYD با تبديل كاينزين-1 از حالت غيرفعال به فعال، به افزايش جنبشپذيري آن و تنظيم مثبت انتقال آكسوني رو به جلو منجر مي شود (6). اين در حالي است كه تغيير و تبديل هاي پسترجمه اي پس از وقوع آسيب ديدگي در عصب سياتيك، موجب تضعيف اتصال SYD به كاينزين و تقويت اتصال آن به مجموعة داينئين- داين اكتين مي شود (10). اين موضوع نشان مي دهد كه در شرايط آسيب ديدگي عصبي، SYD با تغيير توازن جهت انتقال آكسوني، به اختلال در انتقال آكسوني رو به جلو منجر مي شود. ازاين رو با توجه به نتايج پژوهش حاضر، ميتوان گفت كه احتمال مي رود SYD در انتقال آكسوني رو به جلو اختلاليافته در بيماري نروپاتي ديابت درگير باشد. در تأييد اين موضوع، نشان داده شده انتقال آكسوني رو به جلو BDNF (19) و P75 (16) در عصب سياتيك رت هاي ديابتي شده توسط STZ كاهش يافته است.
نتايج همچنين نشان داد تمرين استقامتي موجب تعديل و به سطوح نرمال رساندن بيان ژن SYD در نورون هاي حركتي رت هاي ديابتي تمرين كرده مي شود. اين نتيجه همسو با مطالعاتي است كه نشان داده اند تمرين استقامتي موجب بهبود عملكرد و ساختار نورونهاي حركتي مي شود. قراخانلو و همكاران (1999) نشان دادند كه فعاليت افزايشيافته به شكل تمرين استقامتي موجب افزايش در محتواي CGRP آكسون و جسم سلولي موتونورونهاي نخاعي م يشود (23). از سوي ديگر، گاردينر1 و همكاران
(1984) نشان دادند كه عصبزدايي جزئي عضلات نعلي و پلانتار در رتهايي كه سابقة ورزش ده هفته اي تمرين استقامتي داشته اند، موجب افزايش جوانه زني در عضلة پلانتار شده است. آنها بيان كردند تمرين ورزشي موجب تغييراتي در نورونهاي حركتي مي شود و جوانه زني كوتاه مدت نورون هاي

.1 Gardiner
حركتي عضلة تندانقباض را ارتقا مي بخشد (21). همچنين كاندا و همكاران (1996) پس از بررسي تأثير فعاليت افزايشيافته بر مرگ سلول عصبي در نورونهاي حركتي عصبرسان عضلة دوقلوي مياني طبيعي و دچار اضافه بارشده در رت هاي سالمند دريافتند كه مواجهسازي عضلة دوقلوي مياني با اضافه بار نمي تواند كاهش مرتبط با سن نورون هاي حركتي عصب رسان اين عضله را به تعويق اندازد (29).
در زمينة شناسايي سازوكارهاي درگير در بهبود عملكرد نورون هاي حركتي در اثر تمرين ورزشي نيز مطالعات بسياري انجام گرفته است. براي مثال، چن و همكاران تأثير تمرين ورزشي بر بهبود عملكرد نورون هاي حركتي را به كاهش بيان IL-1β و TNF-α و افزايش سطوح Hsp72 در عصب سياتيك نسبت داده اند (12). شارما و همكاران اين موضوع را به افزايش وابسته به ورزش بيان mRNA و سطوح پروتئين NT-3 در عضلة اسكلتي نسبت داده اند (45). اين مطالعات نشان ميدهند كه فعاليت افزايش يافته به شكل تمرين ورزشي ميتواند از طريق كاهش سايتوكاينهاي التهابي و پيشالتهابي، افزايش محتواي اپيوئيدهاي درون زا و عوامل نروتروفيك، به بهبود وضعيت نورونهاي حركتي بينجامد.
از سوي ديگر، هايپرگلايسمي مزمن موجب تحميل استرسهاي اكسايشي و آپوپتوزي به سلول ها و بافت هاي ديابتي (35،51) و اختلال در كينتيك موتور پروتئين KIF1A مي شود (4). اين در حالي است كه نتايج پژوهش حاضر نشان داد در مقايسه با گروه ديابتي تمريننكرده، تمرين ورزشي با شدت متوسط موجب كاهش معنا دار غلظت گلوكز خون در گروه تمرين ديابتي شده است. همچنين براساس نتايج مطالعات ورزش سبب كاهش سطوح گلوكز پلاسما در طول ورزش و پس از آن مفيد ميشود.
به علاوه، نشان داده شده ورزش مي تواند حساسيت انسوليني را افزايش دهد (12). ازاين رو در پژوهش حاضر، اين احتمال مي رود كه ورزش از طريق تأثير بر كاهش غلظت گلوكز خون موجب توقف يا تضعيف فرايند آسيب در نورونهاي حركتي رتهاي ديابتي تمرينكرده گشده است. اگرچه اين امر در تحقيق حاضر مستقيماً بررسي نشد.
به طور كلي، با توجه به نتايج پژوهش حاضر مي توان گفت كه احتمال مي رود تنظيم افزايشي SYD/JIP3 mRNA، در پيامرساني آسيب نوروني درگير باشد و تمرين استقامتي ميتواند بهعنوان يك راهبرد غيردارويي، اين افزايش را تعديل و به سطوح نرمال نزديك كند. ازاين رو از تمرين استقامتي با شدت متوسط به عنوان يكي از مهاركننده هاي SYD/JIP3، ميتوان براي درمان اختلالات ناشي از بيماري نروپاتي ديابت استفاده كرد.
سپاسگزاري در پايان مراتب تقدير و تشكر خود را از آزمايشگاه گروه علوم تشريح دانشكدة پزشكي دانشگاه تربيت مدرس ابراز مي داريم. منابع و مĤخذ
.1 Abe N, Almenar-Queralt A, Lillo C, Shen Z, Lozach J, Briggs SP, Williams DS, Goldstein LS, Cavalli V. (2009). “Sunday driver interacts with two distinct classes of axonal organelles”. J BiolChem. 284: 34628–34639.
.2 Andersen H, Gjerstad MD, Jakobsen J. (2004). “Atrophy of foot muscles: a measure of diabetic neuropathy”. Diabetes Care; 27:2382–5.
.3 Antoniou X, Falconi M, Di Marino D, Borsello T. (2011). “JNK3 as a therapeutic target for neurodegenerative diseases”. J Alzheim Dis; 24, 633–642.
.4 Baptista FI, Gaspar JM, Cristóvão A, Santos PF, Köfalvi A, Ambrósio AF. (2011). “Diabetes induces early transient changes in the content of vesicular transporters and no major effects in neurotransmitter release in hippocampus and retina”. Brain Res.;1383:257-69.
.5 Berger JV, Deumens R, Goursaud S, Schäfer S, Lavand’homme P, Joosten EA, Hermans E. (2011). “Enhanced neuroinflammation and pain hypersensitivity after peripheral nerve injury in rats expressing mutated superoxide dismutase 1”. J Neuroinflammation, 13; 8:33.
.6 Bowman, A.B., Kamal, B.W. Richtings, A. Philp, M. McGrail, J.G. Gindhardt, and L.S.B. Goldstein. (2000). “Kinesin-dependent axonal transport is mediated by the Sunday driver (SYD) protein. Cell”. 103:583-594.
.7 Calcutt N, Freshwater J, O’Brien J. (2000). “Protection of sensory function and antihyperalgesic properties of prosaposin-derived peptide in diabetic rats”. Anesthesiology; 93: 1271–1278.
.8 Calcutt NA, Jorge MC, Yaksh TL, Chaplan SR. (1996). “Tactile allodynia and formalin hyperalgesia in streptozotocin-diabetic rats: effects of insulin, aldose reductase inhibition and lidocaine”. Pain; 68: 293-299.
.9 Calcutt NA. (2004). “Modeling diabetic sensory neuropathy in rats”. Methods Mol Med; 99:55-65.
.01 Cavalli V, Kujala P, Klumperman J, Goldstein LS (2005). “Sunday Driver links axonal transport to damage signaling”. J Cell Biol 168:775–787.
.11 Chae, C.H., Jung, S.L., An, S.H., Park, B.Y., Wang, S.W., Cho, I.H., Cho, J.Y., Kim, H.T. (2009). “ Treadmill exercise improves cognitive function and facilitates nerve growth factor signaling by activating mitogen-activated protein kinase/ extracellular signalregulated kinase1/2 in the streptozotocin-induced diabetic rat hippocampus”.
Neuroscience; 164, 1665–1673.
.21 Chen Y-W. Li Y-T. Chen YC. Li Z-Y. Hung C-H. (2012). “Exercise Training Attenuates Neuropathic Pain and Cytokine Expression After Chronic Constriction Injury of Rat Sciatic Nerve”. AnesthAnalg; 114: 1330–7.
.31 Cotman, C.W., Berchtold, N.C. (2002). “Exercise: a behavioral intervention to enhance brain health and plasticity”. Trends Neurosci; 25: 295–301.
.41 Dajas-Bailador F, Jones EV, Whitmarsh AJ. (2008). “The JIP1scaffold protein regulates axonal development in cortical neurons”.CurrBiol; 18, 221-226.
.51 Davis RJ. (2000). “Signal transduction by the JNK group of MAP kinases”. Cell; 103, 239-252.
.61 Delcroix, J., Michael, G.J., Priestley, J.V., Tomlinson, D.R., Fernyhough, P. (1998). “Effect of nerve growth factor treatment on p75NTR gene expression in lumbar dorsal root ganglia of streptozocin-induced diabetic rats. Diabetes”; 47, 1779–1785.
.71 Dickens M, Rogers JS, Cavanagh J, Raitano A, Xia Z, Halpern JR, GreenbergME, Sawyers CL, Davis RJ. (1997). “A cytoplasmic inhibitor of the JNK signal transduction pathway”. Science; 277, 693-696.
.81 Edwards JL, Vincent AM, Cheng HT, Feldman EL. (2008). “Diabetic neuropathy: mechanisms to management”. PharmacolTher; 120(1):1-34.
.91 Fernyhough, P., Diemel, L.T., Brewster, W.J., Tomlinson, D.R. (2013). “Altered neurotrophin mRNA levels in peripheral nerve and skeletal muscle of experimentally diabetic rats”. J. Neurochem 1995; 64, 1231–1237.
.02 Fouladvand, M., Gharakhnlou, R., Hematfar, A., Rahmati, M. (2013). “
.12 Gardiner, P. F., Michel, R., & Iadeluca, G. (1984). “Previous exercise training influences functional sprouting of rat hindlimb motoneurons in response to partial denervation”. Neuroscience letters; 45(2), 123-127.
.22 Gerchman, L., Edgerton, V. and Carrow, R. (1975). “Effects of physical training on the histochemistry and morphology of ventral motor neurons”. Exp. Neurol; 49:790-801.
.32 Gharakhanlou R, Chadan S, Gardiner P. (1999). “Increased activity in the form of endurance training increases calcitonin gene-related peptide content in lumbar motoneuron cell bodies and in sciatic nerve in the rat”..Neuroscience; 89(4): 1229-39.
.42 Hargreaves K, Dubner R, Brown F, Flores C, Joris J. (1988). “A new and sensitive method for measuring thermal nociception in cutaneous hyperalgesia”. Pain; 32:77–88.
.52 Holmberg C, Katz S, Lerdrup M, Herdegen T, Jaattela M, Aronheim A, Kallunki T. (2002). “A novel specific role for I kappa B kinase complex-associated protein in cytosolic stress signaling”. J BiolChem; 277, 31918-31928.
.62 Huang SH, Duan S, Sun T, Wang J, Zhao L, et al. (2011). “JIP3 mediates TrkB axonal anterograde transport and enhances BDNF signaling by directly bridging TrkB with kinesin-1”. J Neurosci 2011; 31: 10602–10614.
.72 Itoh, K., Ishii, T., Wakabayashi, N., & Yamamoto, M. (1999). “Regulatory mechanisms of cellular response to oxidative stress”. Free Radic Res 31(4), 319−324.
.82 Junyent F, Verdaguer E, Folch J, Beas-Zarate C, Pallàs M, Auladell C and et al. (2012).
“Role of JNK in neurodegenerative diseases”. Recent Advances in Pharmaceutical Sciences II,; 37 (2): 15-28.
.92 Kanda K, Hashizume K, Takashi M, Yasuko M. (1996).” Overloading a muscle does not alter the rate of motoneuronal loss in aged rats”. J Neurobio of Aging, 17: 613-617.
.03 Kelkar, N., S. Gupta, M. Dickens, and R.J. Davis. (2000). “Interaction of a mitogen- activated protein kinase signaling module with the neuronal protein JIP3”. Mol. Cell. Biol. 20:1030–1043.
.13 Koushika SP. (2008). “ “JIP”ing along the axon: the complexroles of JIPs in axonal transport”. Bioessays; 30, 10-14.
.23 Kuhad A, Chopra K. (2009). “Tocotrienol attenuates oxidative-nitrosative stress and inflammatory cascade in experimental model of diabetic neuropathy”. Neuropharmacology 57(4):456-62.
.33 Lee JH, McCarty R. (1990). “Glycemic control of pain threshold in diabetic and control rats”. PhysiolBehav; 47: 225-230.
.43 Liu S, Bréjot T, Cressant A, Bacci J, Saïd G, Tadié M, et al. (2005). “Reinnervation of hind limb extremity after lumbar dorsal root ganglion injury”. ExpNeurol; 196(2):401-12.
.53 Obrosova IG. (2009). “Diabetes and the peripheral nerve. Biochimica et Biophysica Acta (BBA)-Molecular Basis of Disease”.1792(10):931-40.
.63 Perrin V, Dufour , N , Raoul , C , Hassig , R , Brouillet , E , et al. (2009). “Implication of the JNK pathway in a rat model of Huntington’s disease”. ExpNeurol; 215: 191–200.
.73 Prodanov D, Feirabend HKP. (2007). “Morphometric analysis of the fiber populations of the rat sciatic nerve, its spinal roots, and its major branches”. J Comp Neurol; 503:85– 100.
.83 Radak, Z., Sasvari, M., Nyakas, C., Taylor, A.W., Ohno, H.,Nakamoto, H., Goto, S. (2000). “Regular training modulates the accumulation of reactive carbonyl erivatives in mitochondrial and cytosolic fraction of rat skeletal muscle”. Arch. Biochem. Biophys; 383: 114–118.
.93 Radak, Z., Toldy, A., Szabo, Z., Siamilis, S., Nyakas, C., Silye, G., Jakus, J., Goto, S. (2006). “The effects of training and detraining on memory, neurotrophins and oxidative stress markers in rat brain”.Neurochem.Int; 49, 387–392.
.04 Rahmati M, Khazani A, Gharakhanlou R, Movaheddin M, Manaheji H. (2013). “Chronic effects of moderate intensity endurance training on neuropathic pain symptoms in diabetic rats”. PhysiolPharmacol; 16 (4): 435-445.
.14 Resnick L, FennellM. (2004). “Targeting JNK3 for the treatment of neurodegenerative disorders”. Drug Discov Today; 9, 932- 939.
.24 Rossi D M. Valenti V E. Navega MT. (2011). “Exercise training attenuates acute hyperalgesia in streptozotocin-induced diabetic female rats”. CLINICS; 66(9):1615-1619.
.34 Said G. (2007). “Diabetic neuropathy: a review”. Nat ClinPractNeurol; 3:331–340.
.44 Sakamoto R, Byrd DT, Brown HM, Hisamoto N, Matsumoto K, Jin Y (2005). “The Caenorhabditis elegans UNC-14 RUN domain protein binds to the kinesin-1 and UNC-16 complex and regulates synaptic vesicle localization”. Mol Biol Cell 16: 483–496
.54 Sharma NK. Ryals JM. Gajewski BJ. Wright DE. (2010). “Aerobic Exercise Alters Analgesia and Neurotrophin-3 Synthesis in an Animal Model of Chronic Widespread Pain”. PHYS THER; 90:714-725.
.64 Sluka KA and Rasmussen LA. (2010). “Fatiguing exercise enhances hyperalgesia to muscle Inflammation”. Pain; 148(2): 188.
.74 Steiner JL, Murphy E A, McClellan JL, Carmichael MD and Mark J. (2011). “Exercise Training Increases Mitochondrial Biogenesis in the Brain”. J Appl Physiol; 111: 1066– 1071.
.84 Stokin GB, Goldstein LS. (2006). “Axonal transport and Alzheimer’s disease”. Annu Rev Biochem; 75:607– 627.
.94 Szilvássy Z, Németh J, Kovács P, Paragh G, Sári R, Vígh L, Peitl B. (2012). “Insulin resistance occurs in parallel with sensory neuropathy in streptozotocin-induced diabetes in rats: differential response to early vs late insulin supplementation”. Metabolism; 61(6):776-86.
.05 Takino T, Nakada M, Miyamori H, et al. (2005). “JSAP1/JIP3 cooperates with focal adhesion kinase to regulate c-Jun N-terminal kinase and cell migration”. J of biological chemistry; 280(45):37772–81.
.15 Tomlinson DR, Gardiner NJ. (2008). “Glucose neurotoxicity. Nature Reviews Neuroscience”. 9(1):36-45.
.25 Whitmarsh AJ, Cavanagh J, Tournier C, Yasuda J, Davis RJ. (1998). “A mammalian scaffold complex that selectively mediates MAP kinase activation”. Science; 281, 16711674.
.35 Zhou Q, Lam PY, Han D, Cadenas E. (2008). “c-Jun N-terminal kinase regulates mitochondrial bioenergetics by modulating pyruvate dehydrogenase activity in primary cortical neurons”. J Neurochem; 104(2):325-35.
.45 Zochodne DW, Ramji N, Toth C. (2008). “Neuronal Targeting in Diabetes Mellitus: A Story of Sensory Neurons and Motor Neurons”. The Neuroscientist. 14(4):311-8.



قیمت: تومان


پاسخ دهید